杂志名称：Cell Metab.

发表日期：2024.02.08

DOI：10.1016/j.cmet.2024.01.012.  

PubMed：https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38350448/

影响因子：29.0

长链脂肪酸（LCFAs）及其激活酶，酰辅酶A（CoA）合成酶长链家族（ACSL）在肿瘤微环境中的免疫调节作用仍然不甚明了。我们发现，ACSL5作为一种依赖免疫的肿瘤抑制因子发挥作用。ACSL5表达使肿瘤对PD-1阻断疗法在体内敏感，并通过调节主要组织相容性复合体I类（MHC-I）介导的抗原呈递，在体外增强CD8⁺ T细胞介导的细胞毒性。通过筛选ACSL5的潜在底物，我们进一步确定了长期被认为对人体健康有害的反式长链脂肪酸——反式油酸（EA）——可以增强MHC-I表达。补充EA可以抑制肿瘤生长并增强PD-1阻断疗法的敏感性。在临床上，ACSL5表达与肺癌患者的生存率正相关，血浆EA水平也可以预测免疫治疗的效率。我们的发现为通过针对ACSL5或通过饮食补充EA来进行代谢重编程，从而增强免疫疗法提供了基础。

这篇文章的核心创新性在于揭示了长链脂肪酸（LCFAs）及其激活酶ACSL5在肿瘤微环境中的免疫调节作用，特别是ACSL5在调节肿瘤抗原呈递中的关键作用。研究发现，ACSL5不仅是一个依赖免疫的肿瘤抑制因子，而且其表达能够增强PD-1阻断疗法的效果，并在体外增强CD8⁺ T细胞介导的细胞毒性。

研究的另一个创新点是识别出长期被认为对人体有害的反式油酸（EA）实际上能通过ACSL5增强MHC-I的表达，从而有助于抑制肿瘤生长并提高PD-1阻断疗法的敏感性。这一发现颠覆了对反式油酸的传统看法，并指出通过饮食补充EA可能是一种新的肿瘤治疗策略。

研究的意义在于为肿瘤免疫治疗提供了新的角度和方法。通过瞄准ACSL5或通过饮食补充EA来进行代谢重编程，有可能增强免疫疗法的效果。此外，研究还表明ACSL5表达和血浆EA水平可作为肺癌患者预后的生物标志物，为临床治疗提供了新的参考依据。这些发现为开发新的抗肿瘤策略提供了科学依据，具有重要的研究意义和临床应用前景。

图 1：ACSL5表达对体内肿瘤生长的抑制作用

(A) 描述C57BL/6小鼠体内表达某种ACSL成员的B16F10肿瘤的个体生长情况（每组7只小鼠）。

(B–D) 展示了对照组和表达ACSL5-FLAG的LLC细胞中ACSL5的免疫印迹分析结果（B）。此外，还展示了小鼠体内LLC肿瘤的个体生长情况（C），以及在实验终点时测量的肿瘤重量（D）（每组7或8只小鼠）。

(E–G) 展示了sgControl和sgACSL5敲减的TDCL细胞中ACSL5的免疫印迹分析结果（E）。图中还显示了小鼠体内TDCL肿瘤的个体生长情况（F）以及在实验终点时的肿瘤重量（G）（每组9或10只小鼠）。

(H) 展示了人类LUAD标本中ACSL5免疫组化(IHC)染色的代表性图片。比例尺，下方200毫米，上方20毫米。

(I) 显示了表达高（41例）或低（45例）ACSL5的LUAD患者的Kaplan-Meier生存曲线。

数据表示为均值 ± 标准误。图(A)、(C)和(F)中的p值是通过双向ANOVA确定的，图(D)和(G)中的是通过双尾t检验确定的，图(I)中的是通过对数秩检验确定的。

图 2：肿瘤ACSL5介导对ICB治疗的敏感性

(A) 在M-NSG小鼠中，表达ACSL5-FLAG的LLC肿瘤的生长情况。每组5或6只小鼠。

(B 和 C) 在M-NSG小鼠（B，每组5只）或Rag2^-/-小鼠（C，每组5只）中，sgACSL5 TDCL肿瘤的生长情况。

(D) 通过流式细胞术分析经过抗CD8α抗体处理的小鼠脾细胞中CD8⁺ 和CD4⁺ T细胞亚群。

(E) 在经抗CD8α抗体处理的小鼠中，sgACSL5 TDCL肿瘤的生长情况（每组7或8只小鼠）。

(F–H) 携带sgControl或sgACSL5 TDCL肿瘤的小鼠接受了抗PD-1抗体治疗。监测了肿瘤体积（F和G），并在实验终点时测量了肿瘤重量（H）（每组7或8只小鼠）。

(I–K) 小提琴图比较接受ICB治疗的黑色素瘤患者中应答者与非应答者之间ACSL5的表达情况（I）。为这些ACSL5表达高或低的肿瘤患者绘制的Kaplan-Meier总生存率（J）和无进展生存期（K）曲线。

数据表示为均值 ± 标准误差。图(A)–(C)、(E)和(F)中的p值通过双向ANOVA确定，图(H)中的通过双尾t检验确定，图(I)中的通过Mann-Whitney检验确定，图(J)和(K)中的通过对数秩检验确定。

图 3：ACSL5增强肿瘤对CTL介导的细胞毒性的敏感性

(A–F) 在sgControl或sgACSL5 TDCL肿瘤（A–C）以及表达ACSL5-FLAG的LLC肿瘤（D–F）中，T细胞浸润的概况。图展示了CD45⁺群体中T细胞的百分比（A和D），以及表达TNF-α（B和E）或IFN-γ（C和F）的T细胞的百分比（n = 6个肿瘤）。

(G) 描述了OVA⁺Luc⁺肿瘤细胞与OT-I细胞共培养的实验设计。

(H–J) 在指定的效应细胞对肿瘤细胞比例（E:T）下，共培养了30小时（H）或48小时（I和J）的指定OVA⁺Luc⁺肿瘤细胞与OT-I细胞的相对存活率（n = 3）。

(K和L) 在与不同比例的OT-I细胞共培养48小时后，OVA⁺Luc⁺ Hepa1-6（K）或B16F10（L）的细胞死亡情况（n = 3）。

数据表示为均值 ± 标准误。图(A)–(F)和(H)–(L)中的p值通过双向ANOVA计算得出。

图 4：ACSL5缺失降低了细胞表面MHC-I的表达

(A) 在IFN-γ处理下，sgControl和sgACSL5 OVA⁺Luc⁺ TDCL细胞表面的SIINFEKL-H-2K^b水平（n = 3）。

(B 和 C) sgControl和sgACSL5 TDCL细胞表面的H-2K^b/D^b水平（B）或总H2-K1 mRNA水平（C）（n = 3）。

(D) 对照组和表达ACSL5-FLAG的LLC细胞表面的H-2K^b/D^b水平（n = 3）。

(E) sgControl和sgACSL5 A549细胞中ACLS5的免疫印迹（左）。这些细胞中HLA-ABC mRNA水平（中）和细胞表面丰度（右）被定量化（n = 3）。

(F) 在IFN-γ作用下，表达scramble或shACSL5的TDCL细胞表面的H-2K^b/D^b水平（n = 3）。

(G) 表达scramble或shACSL5的SNU387细胞表面的HLA-ABC水平（n = 3）。

(H 和 I) 从sgControl或sgACSL5 TDCL肿瘤中分离的BFP+肿瘤细胞的表面H-2K^b/D^b丰度（I, n = 5或7）。带有H-2K^b/D^b染色的活细胞BFP⁺肿瘤细胞的分选策略（H）。

(J 和 K) 在IFN-γ处理下，表达scramble或shb2m的sgControl或sgACSL5 TDCL细胞的表面H-2K^b/D^b丰度（J, n = 2）。这些TDCL肿瘤在C57BL/6小鼠中的生长（K, n = 9每组）。

数据表示为均值 ± 标准误。图(A)–(F)和(I)中的p值通过双尾t检验计算，图(G)中的通过单向ANOVA计算，图(K)中的通过双向ANOVA计算。

图 5：ACSL5调控NLRC5介导的抗原呈递

(A) sgControl与sgACSL5 Hepa1-6细胞中不同表达的抗原呈递机制（APM）相关基因的热图。

(B) APM特征的富集图。

(C) 在IFN-γ作用下，sgControl或sgACSL5 Hepa1-6细胞中关键APM基因的相对mRNA水平（n = 3）。

(D) 在SKCM TCGA数据集中，ACSL5与NLRC5 mRNA之间的相关性。

(E 和 F) 在表达scramble或shNLRC5的Hepa1-6细胞中，关键APM基因的相对mRNA水平（E）和细胞表面H2K^b/D^b水平（F）（n = 3）。

(G) 经scramble或shNLRC5处理的OVA⁺ B16F10细胞与OT-I细胞共培养后的细胞死亡率（n = 3）。

(H) 在C57BL/6小鼠中表达shNLRC5的TDCL肿瘤的生长（n = 5每组）。

(I) 在293T细胞中转染NLRC5表达质粒后，带有FLAG标签的NLRC5的免疫印迹（左）。这些细胞的细胞表面HLA-ABC水平被测定（右，n = 3）。

(J) 高表达与低表达NLRC5的黑色素瘤患者的总生存率的Kaplan-Meier曲线。

(K 和 L) 在IFNg处理的B16F10细胞中，表达空质粒、ACSL5-FLAG或ACSL5-FLAG加shNLRC5的细胞表面H2K^b/D^b水平（K，n = 3）。这些肿瘤在C57BL/6小鼠中的生长（L，n = 8, 7, 或 6每组）。

数据表示为均值 ± 标准误。图(C)和(I)中的p值通过双尾t检验确定，图(D)通过Pearson相关系数确定，图(E)、(F)和(K)通过单向ANOVA确定，图(G)、(H)和(L)通过双向ANOVA确定，图(J)通过对数秩检验确定。

图 6：EA通过ACSL5-NLRC5轴促进肿瘤抗原呈递并增强肿瘤对CTL介导的细胞毒性的敏感性

(A) 在IFN-γ处理后，SNU387细胞经不同浓度的长链脂肪酸（LCFAs）处理后的细胞表面HLA-ABC水平（n = 2）。

(B–E) 在EA或PA处理后接IFN-γ处理的指定肿瘤细胞的H2K^b/D^b细胞表面表达（n = 3）。

(F) 经EA和IFN-γ处理的A549细胞的细胞表面HLA-ABC水平（n = 3）。

(G–J) 指定Hepa1-6（G和H）或LLC细胞（I和J）中Nlrc5（G和I）和H2-K1（H和J）的相对mRNA水平（n = 2–3）。

(K) scramble或shNLRC5表达的LLC细胞的H2Kb/Db细胞表面表达（n = 3）。

(L) 经EA处理后与OT-I共培养（E:T = 2:1）的指定Hepa1-6细胞的细胞死亡情况（n = 3）。

(M) 指定Hepa1-6细胞上H-2K^b/D^b表面染色的代表性图像。

(N) 在EA和IFN-γ处理下指定SNU387细胞中HLA-ABC丰度的变化倍数（n = 3）。

(O) 经2H17-EA（50 mM）处理24小时的Hepa1-6细胞中2H17-EA-CoA的相对含量（n = 3）。

数据表示为均值 ± 标准误。图(B)–(D)和(K)中的p值通过单向ANOVA计算，图(E)–(J)和(O)中的通过双尾t检验计算，图(L)和(N)中的通过双向ANOVA计算。

图 7：EA抑制肿瘤生长并增强ICB治疗的敏感性

(A) 在补充了乙醇（ETOH）、EA或OA（10 mg/kg）的C57BL/6小鼠中，B16F10肿瘤的生长情况（n = 9或10每组）。

(B 和 C) 在补充了ETOH或5 mg/kg EA的C57BL/6（B，n = 7或6每组）或M-NSG小鼠（C，n = 5每组）中，LLC肿瘤的生长情况。

(D) EA处理的B16F10肿瘤中T细胞浸润的概况（n = 5）。

(E) 从对照组或EA处理的B16F10肿瘤中分离的BFP⁺肿瘤细胞表面的H-2K^b/D^b丰度（n = 8个肿瘤）。

(F) 表达scramble或shb2m的LLC细胞表面的H-2K^b/D^b水平（左）。这些肿瘤在接受EA处理的小鼠中的生长情况（n = 9或10每组）。

(G 和 H) EA补充对LLC肿瘤中PD-1阻断治疗的效果。监测了肿瘤体积（G, n = 7或8），并绘制了生存曲线（H）。

(I) 在C57BL/6小鼠携带TDCL肿瘤中，EA加PD-1阻断的联合治疗（n = 9或10每组）。

(J) 在对ICB治疗为应答者（n = 47）或非应答者（n = 22）的患者血浆中，EA浓度的情况。

(K) 对血浆EA水平高或低的NSCLC患者，无进展生存期的Kaplan-Meier曲线。

数据表示为均值 ± 标准误。图(A)–(D)、(F, 右)、(G)和(I)中的p值通过双向ANOVA计算，图(E)和(F, 左)中的通过双尾t检验计算，图(H)和(K)中的通过对数秩检验计算，图(J)中的通过Mann-Whitney检验计算。

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